Le nucl

1
Le nucléosome

• ADN et chromosome

2
Solomon,D 2004, Nat cell Biol Heterochromatic
domains in a mouse nucleus

• Dimethylated Lys 9 of Histone H3 is shown in
  green, the Swi/Snf core ATPase Brg1 in red, and
  DNA in blue. The image was obtained using a Nikon
  Microphot FX fluorescence microscope. Scale bar
  represnts 3 µm.
• The winner would like to acknowledge the support
  of his advisor, Erik Knudsen, and technical
  assistance from Nancy Kleene (both at the
  University of Cincinnati College of Medicine,
  USA).

Domaines hétérochromatiques dans un noyau de
souris
3
Plan

• I - Structure et fonction de l'ADN
• II - ADN chromosomique et emballage dans la fibre
  chromatinienne
• organisation des gènes le long de la molécule
  d'ADN
• III - Structure globale des chromosomes
• emballage de la molécule d'ADN dans les
  chromosomes

4
III - Structure globale des chromosomes

• Chromosomes en écouvillon
• Chromosomes polytènes de la drosophile
• Hétérochromatine / Euchromatine
• a État de la chromatine ? expression des gènes
• b Télomères
• c Centromères
• d - Défense contre les éléments mobiles d'ADN
• Chromosomes mitotiques
• Organisation des chromosomes dans le noyau
  interphasique

5
Structure globale des chromosomes (Rappel)

• I - ADN
• II - Nucléosomes ? 30nm (0,1 cm de long)
• III - 30nm ? organisation supérieure même en
  interphase
• Mal compris boucles, enroulements

6
1 - Chromosomes en écouvillon

• Dans une cellule en interphase, on ne voit pas
  les chromosomes (trop petits et trop emmêlés)
• MAIS il y a quelques exceptions où on voit
  l'organisation supérieure des chromomes
• ET on pense que certaines caractéristiques sont
  représentatives pour tous les chromosomes
• Un exemple les chromosomes appariés de
  l'ovocyte d'amphibien
• très actifs en transcription
• forment des boucles de chromatine rigides et
  déroulées
• ? le nom de chromosome en écouvillon
• visibles en microscopie optique

7
Fig 4-36(A)

• Chromosome en écouvillon (4 molécules d'ADN par
  chromosome) Microscopie optique

0,1 mm
8
Fig 4-36(B)

• Microscopie optique à fluorescence AC contre les
  protéines de maturation de l'ARN
• La plupart des gènes portés par la boucle d'ADN
  est en cours d'expression

9
Fig 4-37

• Structure du chromosome en écouvillon
• Environ 10 000 boucles au total
• La plupart de l'ADN est condensé en chromomère
• Chaque boucle correspond à une séquence d'ADN
  spécifique
• 4 copies de chaque boucle (diplotène)

10
Chromosomes en écouvillon illustration du
phénomène suivant

• La chromatine dont l'ADN est utilisé est
  décondensée
• La chromatine dont l'ADN n'est pas utilisé est
  condensée

11
Applications du modèle chromosomes en écouvillon

• Dans les chromosomes en écouvillons
  correspondance précise
• Mais rarement observé dans les autres espèces

12
Applications du modèle chromosomes en écouvillon

• De l'ADN de poisson (sans chromosomes en
  écouvillons) prend la forme de chromosomes en
  écouvillon quand on l'injecte dans l'ovocyte
  d'amphibien ? hypothèse
• Les chromosomes en interphase de tous les
  eucaryotes sont organisés en boucles trop petites
  et trop fragiles pour être observables

13
Applications du modèle chromosomes en écouvillon

• Modèle d'étude pour l'ADN de mammifère qu'on
  injecte dans un ovocyte d'amphibien
• Corrélation
• boucle
• gène
• séquence d'ADN

14
2 - Chromosomes polytènes de la drosophile

• Autre exemple de chromosome interphasique visible
  au microscope optique
• Plusieurs milliers de molécules d'ADN par
  chromosome chromosome polytène
• chromosome polytène 1 chromosome avec beaucoup
  de molécules d'ADN
• Cellule polyploïde plusieurs lots de
  chromosomes avec chacun une molécule d'ADN

15
Chromosomes polytènes de la drosophile

• Très étudié dans les cellules des glandes
  salivaires de larve de drosophiles
• 10 réplications sans séparation des 4 chromosomes
  ? 210 ( 1024) molécules d'ADN par chromosome

16
Fig 4-38

• Lot complet de chromosomes polytènes dans une
  cellule de glande salivaire de drosophile
• 4 paires de chromosomes différents (2n 8)
• Chaque paire est appariée ? chaque paire apparaît
  comme une seule structure

17
Fig 4-39

• Microscopie optique d'une portion de chromosome
  polytène
• Alternance debandes sombres (95 de l'ADN) et
  d'interbandes claires (5 de l'ADN)
• Une bande ou interbande 1024 séquences d'ADN
  alignées en phase
• Une bande 3 000 à 300 000 paires de nucléotides
• Chaque bande est reconnaissable et numérotée
• Environ 5 000 bandes et 5 000 interbandes

18
Fig 4-40

• Microscopie électronique de chromosome polytène

• Chromatine plus condensée
• ou contient plus de protéines
• ou les deux

Chromatine moins condensée
19
Signification des bandes et des interbandes

• Toujours pas de réponse claire depuis 1930
• On a pensé que (faux)
• nombre de bandes ? nombre de gènes ?
• une bande ? un gène
• En fait c'est faux et
• Nombre de gènes ? 3 X nombre de bandes
• On trouve des gènes dans des bandes et
  interbandes
• Certaines bandes ont plusieurs gènes
• Certaines bandes n'ont pas de gènes

20
Signification des bandes et des interbandes
actuellement

• Bande / Interbande est le reflet de différents
  niveaux d'expression génique
• Interbandes
• chromatine moins compacte
• gènes plus exprimés
• Bandes
• chromatine plus compacte
• gènes moins exprimés
• Le chromosome polytène est le reflet de la nature
  hétérogène de la compaction de la chromatine de
  tous les chromosomes interphasiques

21
Ecdysone

• Hormone stéroïde qui contrôle l'expression des
  gènes des chromosomes polytènes de la drosophile
• Taux montent et descendent en fonction du
  dévelopement larvaire
• si le taux monte les gènes codant pour les
  protéines s'expriment

22
Boursouflures chromosomiques ( "puffs" nodules)

• Au fur et à mesure du dévelopement des
  boursouflures chromosomiques apparaissent puis
  disparaissent quand de nouveaux gènes s'expriment
  ou s'éteignent
• Un puff ? décondensation d'une bande

23
Fig 4-41

• Renflements chromosomiques (bras gauche du
  chromosome 3) apparition et disparition des
  renflements chromosomiques le long du chromosome
  polytène
• Chacun des 5 "puff" n'est actif que pendant une
  courte période

22 heures
24
Anneaux de Balbiani

• "Puff" particulièrement grand d'un chromosome
  polytène
• Arrangement de la chromatine en boucles (comme
  dans les chromosomes en écouvillon)
• Visibles en microscopie électronique
• Surtout (que) dans les cellules des glandes
  salivaires du moucheron Chironomus tentans
• Chaque boucle contient un gène unique

25
Fig 4-42(A)

• Synthèse d'ARN dans un "puff" chromosomique
  (Chironomus tentans) AC anti BrU

Nouvel ARN à partir d'un anneau de Balbiani
ARN synthétisés avant l'addition du BrUTP ayant
diffusé de l'anneau de Balbiani
ARN synthétisés à partir d'un l'anneau de
Balbiani avant l'addition du BrUTP
26
Fig 4-42(B)
Un "puff" d'un chromosome polytène
27
Fig 4-43(gauche)

• Chromosome polytène de Chironomus tentans
• Coupe dans un anneau de Balbiani (l'ensemble est
  un "puff")

28
Daneholt,B2001p7012

• Salivary gland cells in the larvae of the
  dipteran Chironomus tentans offer unique
  possibilities to visualize the assembly and
  nucleocytoplasmic transport of a specific
  transcription product. Each nucleus harbors four
  giant polytene chromosomes, whose transcription
  sites are expanded, or puffed. On chromosome IV,
  there are two puffs of exceptional size, Balbiani
  ring (BR) 1 and BR 2. A BR gene is 3540 kb,
  contains four short introns, and encodes a 1-MDa
  salivary polypeptide. The BR transcript is packed
  with proteins into a ribonucleoprotein (RNP)
  fibril that is folded into a compact ring-like
  structure. The completed RNP particle is released
  into the nucleoplasm and transported to the
  nuclear pore, where the RNP fibril is gradually
  unfolded and passes through the pore. On the
  cytoplasmic side, the exiting extended RNP fibril
  becomes engaged in protein synthesis and the
  ensuing polysome is anchored to the endoplasmic
  reticulum. Several of the BR particle proteins
  have been characterized, and their fate during
  the assembly and transport of the BR particle has
  been elucidated. The proteins studied are all
  added cotranscriptionally to the pre-mRNA
  molecule. The various proteins behave differently
  during RNA transport, and the flow pattern of
  each protein is related to the particular
  function of the protein. Because the
  cotranscriptional assembly of the pre-mRNP
  particle involves proteins functioning in the
  nucleus as well as proteins functioning in the
  cytoplasm, it is concluded that the fate of the
  mRNA molecule is determined to a considerable
  extent already at the gene level.

29
Daneholt,B2001p7012(fig1)

• Electron micrograph showing chromosome IV with
  its three giant puffs (Balbiani Rings) in a
  salivary gland cell from C. tentans. The three
  BRs (BR1, BR2, and BR3) are indicated as well as
  the nucleoplasm (Npl) and cytoplasm (Cpl). The
  arrows mark a few prominent transcription loops
  (cf. Fig. 2D). (Bar equals 2 µm.)

Electron micrograph showing chromosome IV with
its three giant puffs (Balbiani Rings) in a
salivary gland cell from C. tentans. The three
BRs (BR1, BR2, and BR3) are indicated as well as
the nucleoplasm (Npl) and cytoplasm (Cpl).
30
Daneholt,B2001p7012(fig2)

• Intracellular distribution of the cap-binding
  protein CBP20 in C. tentans salivary gland cells
  studied by immunoelectron microscopy. The
  assembly of the BR RNP particle is shown in AD
  proximal portions of the BR gene are displayed in
  A, distal portions in B and C, and a schematic
  drawing of the BR gene in D (p, proximal m,
  middle d, distal portions of the gene). The fate
  of the released BR particles is shown in EH BR
  particles are present in the nucleoplasm (E), at
  the pore (F), and in an unfolded conformation
  when passing through the pore (G and H). Gold
  particles are marked by arrows and indicate the
  position of CBP20. It should be noted that gold
  particles are at the leading 5' end of the BR
  particle when it passes through the nuclear
  pore.(Bar equals 100 nm.)

31
Daneholt,B2001p7012(fig3)

• Assembly and transport of the BR RNP particle and
  its relation to a number of BR RNA-associated
  proteins. The BR particle is assembled on the
  gene (left), passes through the nucleoplasm,
  unfolds, and translocates through the nuclear
  pore (middle). On the cytoplasmic side, the BR
  RNP fibril becomes engaged in protein synthesis
  and the polysomes anchor at the endoplasmic
  reticulum (right). The tripartite nuclear pore
  complex with its central channel is seen in black
  and its nuclear and cytoplasmic fibers are
  presented in pink. The BR gene with its five
  exons is displayed above the BR particle scheme,
  and the flow patterns of the BR RNA-associated
  proteins are outlined below. snRNP, small nuclear
  RNP.

1, 2, 3, 4, 5 exons
BR RNA-associated proteins
32
Fig 4-42(droite)

• Boucle de chromatine dans un anneau de Balbiani

33
Conclusions sur les anneaux de Balbiani

• Quand le gène s'exprime, la fibre de chromatine
  de 30 nm se décondense mais garde ses 4 histones
• Par défaut la fibre est sous la forme 30 nm
• Peuvent décondenser cette fibre
• les modifications des histones
• les complexes de remodelage de la chromatine
• les protéines de régulation de l'expression des
  gènes
• La boucle serait un domaine fonctionnel
  indépendant

34
Extrapolation

• Tout l'ADN des chromosomes polythènes est
  organisé en boucles qui se condensent et se
  décondensent
• Tous les chromosomes interphasiques de tous les
  eucaryotes sont emballés en boucles contenant
  quelques gènes dont l'expression est régulée de
  façon coordonnée

35
Fig 4-44

• Modèle de structure du chromosome interphasique
• Déduit à partir de quelques cas rares

20 000 à 100 000 paires de nucléotides
36
3 - Hétérochromatine / Euchromatine

1. État de la chromatine ? expression des gènes
2. Télomères
3. Centromères
4. Défense contre les éléments mobiles d'ADN

37
Historique (1938)

• Deux types de chromatine en interphase (MO)
• Hétérochromatine toujours condensée (même en
  interphase)
• Euchromatine le reste

38
Actuellement

• Euchromatine (? fibre de 30 nm et boucles)
• Hétérochromatine
• contient des protéines supplémentaires
• Plus compacte
• ? 10 du génome est hétérochromatique
• Régions spécifiques centromères et télomères

39
Hétérochromatine

• Son ADN ne contient presque pas de gènes
• Les gènes emballés dans de lhétérochromatine ne
  peuvent pas sexprimer
• Fonctionnement des télomères et centromères
• Certains gènes ont même besoin dêtre localisés
  dans de lhétérochromatine pour sexprimer
• Le mot hétérochromatine comprend plusieurs types
  de structure de chromatine avec un très haut
  degré dorganisation
• Lhétérochromatine nest pas un emballage dADN
  "mort"

40
a - Expression de l'hétérochromatine

• Un gène qui s'exprime dans de l'euchromatine ne
  s'exprime plus s'il est localisé dans de
  lhétérochromatine il devient "silencieux" ?
  exemple d'effet de position
• Effet de position l'activité d'un gène dépend
  de sa position le long du chromosome

41
Effet de position

• Découvert chez la drosophile
• influence de l'état de la chromatine le long du
  chromosome sur l'expression du gène ?
• Chromosome mosaïque de formes différentes de
  chromatine dont chacune a un effet particulier
  sur la capacité de l'ADN à être sous le contrôle
  de la cellule

42
Deux exemples de diversification par effet de
position

• 1 - Gène ADE2 de la levure
• 2 - Gène white de la drosophile

43
Exemples de diversification par effet de position
1/2 Gène ADE2 de la levure

• Gène ADE2 de la levure
• Position normale ? expression
• Position près du télomère (hétérochromatique) ?
  pas d'expression
• ADE2 code pour une enzyme de la synthèse de
  l'adénine
• Si absence ? accumulation de pigment rouge
• Parfois le gène redevient actif dans la
  descendance emballage moins serré de
  l'hétérochromatine

44
Fig 4-45 (A)

• Exemples de diversification par effet de position
  Gène ADE2 de la levure

45
Exemples de diversification par effet de position
2/2 Gène white de la drosophile

• Le gène white contrôle la couleur des yeux
• Gène white normal (allèle sauvage white ? yeux
  rouges)
• Gène white muté (allèle muté white - ? yeux
  blancs d'où le nom)
• Le gène white normal (white )
• Position normale ? expression ? yeux rouges
• Position proche de hétérochromatine ? pas
  d'expression ? yeux blancs
• En fait mottes rouges et blanches présence de
  rouge car pas d'inactivation pendant la période
  embryonnaire

46
Fig 4-45 (B)

• Exemples de diversification par effet de position
  Gène white de la drosophile

47
Deux exemples de diversification par effet de
position gène ADE2 de la levure et gène white
de la drosophile

• Un gène peut se réactiver (colonies rouges et
  blanches, yeux avec mottes rouges et blanches)
• Une fois réactivé, transmission aux cellules
  filles
• Si emballé avec l'hétérochromatine, inactivation
  transmises aux cellules filles

48
Deux caractères de l'hétérochromatine

• Dynamique
• Peut s'étendre puis se retirer
• État héritable d'une cellule à la fille
• Explique la "diversification par effet de
  position"

49
Fig 4-46(A)

• ADN limitant empêchant l'hétérochromatine de
  déborder sur l'euchromatine (peut disparaître au
  cours de remaniements)

50
Fig 4-46(B)

• Débordement variable de l'hétérochromatine au
  cours du développement hérité précocément ?
  aspect "bariolé" (variegated) de ces mouches

51
b Télomères

• Le meilleur modèle S. cerevisiae
• Pas d'expression de gène à 5000 paires de
  nucléotides des extrémités des chromosomes
  structure hétérochromatique
• Intervention d'enroulement et de protéines
• Beaucoup de ces protéines sont connues chez S.
  cerevisiae Silent information regulator
  (protéines Sir)

52
Protéines Sir (Silent information regulator)

• Des mutations dans les protéines Sir empêchent le
  silence des gènes proches des télomères
• Découverte d'un complexe de protéine Sir lié au
  télomère qui reconnaît les queues de certaines
  histones sous-acétylées

53
Fig 4-47(A)

• Hétérochromatine de l'extrémité des chromosomes
  de levure

H4
H4
54
Kimura,A2002p370 Nat Genet(fig5)

• Model of the role of acetylation of H4Lys16 in
  the localization of silencing proteins along
  chromosomes. a, Model of the region-dependent
  regulation of the interaction between Sir3p and
  H4 through the reversible acetylation of H4Lys16
  by Sas2p and Sir2p. b, Model of the function of
  the chromosomal gradient as a boundary to prevent
  the spread of silencing proteins. In the wildtype
  strain (top), the marked increase in the
  acetylation of H4Lys16 from the end of the
  telomere to the telomere-proximal region acts as
  a steep slope that Sir3p (green spheres) must
  overcome to diffuse throughout the chromosome. In
  the absence of Sas2p (middle), acetylation of
  H4Lys16 in the telomere-proximal region is
  decreased, which allows Sir3p to diffuse. In the
  absence of Sir2p (bottom), deacetylation of
  H4Lys16 at the ends of the telomere does not
  occur, and Sir3p is not retained in this region.

55
Suka,N2002p378(fig6) Nat Genet 32,(3)Sir2p and
Sas2p opposingly regulate acetylation of yeast
histone H4 lysine16 and spreading of
heterochromatin
56
Sir2 (Silent information regulator 2)

• Désacétylase d'histone ? sous acétylation
  d'histone propre à l'hétérochromatine ? emballage
  plus serré des nucléosomes
• Très conservée

57
Fig 4-47(B)

• Protéines de liaison à l'ADN spécifiques ?
  fixation d'une protéine Sir (Sir2?) le long du
  chromosome ? désacétylation des queues d'histones
  (par Sir2) ? création de nouveaux sites de
  fixation de Sir

58
Fig 4-48(A)

• Modèle hypothétique d'héritabilité de
  l'hétérochromatine

59
Fig 4-48(B)

• Modèle hypothétique d'héritabilité de
  l'hétérochromatine

60
Rôle des histones méthyl transférases

• Méthylent des lysines spécifiques (K9 de H3)
• Lue par les composants hétérochromatiques ?
• Assemblage en hétérochromatine

61
Intérêt des télomères

• Protection des extrémités des chromosomes
• Régulation de la longueur des chromosomes
• Ségrégation des chromosomes pendant la mitose

62
Résumé

• Modifications covalentes des histones
• Transmises

63
c Centromères

• Séquences d'ADN qui permettent la ségrégation des
  chromosomes
• Présence dhétérochromatine autour des
  centromères
• Centromères inclus dans de grandes étendues
  d'hétérochromatine où les gènes ne s'expriment
  pas (si on en met)

64
Hétérochromatine centrique (centromérique)

• Histones
• Sous acétylées
• Méthylées
• Autres protéines
• Modèle d'étude S. cerevisiae

65
S. Cerevisiae

• 125 paires de nucléotides sont suffisants pour
  former un centromère
• Plus une douzaine de protéines ?
• Un nucléosome spécifique de centromère

66
Fig 4-49

• Nucléosome de centromère chez S. cerevisiae

Variant de histone H3 (CENP-A) H2A H2B
H4 plus d'autres protéines
67
Fig 4-49

• Chromosomes mitotiques de Drosophile

Histone H3 conventionnelle fusionnée avec GFP (?
couleur verte de H3) En rouge composant du
kinétochore coloré par un AC spécifique
68
Fig 4-49

• Chromosomes mitotiques de Drosophile

Histone H3 spécifique du centromère fusionnée
avec GFP (? couleur verte de H3) En rouge
composant du kinétochore coloré par un AC
spécifique Localisation des centromères en
jaune
69
Organismes complexes

• Drosophile, humain
• Centaines de milliers de paires de nucléotides
• Pas de séquence d'ADN spécifique
• ADN ? satellite (petites séquences d'ADN répétées)

70
Fig 4-50

• Structure d'un centromère humain

71
Séquences centromériques

• Les mêmes séquences d'ADN ? satellite placées sur
  d'autres chromosomes ne forment pas de
  centromères !!!
• De plus formation du kinétochore ???
• Rôle des protéines gt rôle de l'ADN ???
• Formation et maintien de centromère ? Formation
  et maintien de hétérochromatine

72
Aspect phylogénétique des centromères

• Présence d'ADN ? satellite non fonctionnel sur
  des chromosomes identique à l'ADN ? satellite des
  centromères ?
• Phénomène de fusion de chromosomes avec création
  d'un nouveau centromère qui devient inactif
• Possibilité de formation de néocentromères sans
  ADN ? satellite

73
Fig 4-51(AB)

• Phénomène de fusion de chromosomes avec création
  d'un nouveau centromère qui est devenu inactif

• Chromosome surnuméraire qui se crée un centromère
  sur de l'ADN non ? satellite

74
Fig 4-51(C)

• Modèle d'explication de la plasticité et de
  l'héritabilité des centromères

75
Plasticité des centromères

• Formation de complexes de protéines de liaison à
  l'ADN qui ont plus d'"appétit" pour l'ADN ?
  satellite
• Cette marque pourrait se "perdre" (!!!)
• Avantage évolutif
• Évolution des chromosomes par cassure-recollement
  (cf. évolution)

76
d Défense contre les éléments mobiles d'ADN

• En résumé
• Hétérochromatine ? courtes séquences répétées
  d'ADN en tandem (pas de codage de protéines)
• Euchromatine ? riche en gènes à copie unique
• Mais
• Il y a des gènes dans l'hétérochromatine
• Il y a des séquences répétées dans l'euchromatine

77
Mutité génique induite par la répétition du gène

• Si on introduit des séquences répétées de gènes
  dans le génome (souris ou drosophile) ?
• Pas d'expression
• Formation d'hétérochromatine
• Si on introduit la séquence unique du même gène
  au même endroit ?
• Expression du gène

78
Mutité génique induite par la répétition du gène

• Mécanisme de protection contre l'invasion par les
  éléments génétiques mobiles
• Emballage en hétérochromatine et mutisation des
  éléments pour éviter leur prolifération
• Même mécanisme pour l'hétérochromatine juxta
  centromérique ?

79
4 - Chromosomes mitotiques

• Stade ultime de condensation
• Seul moment où les chromosomes sont visibles
  (exception écouvillon, polythènes)
• Raccourcissement du chromosome interphasique de
  10 fois

80
4 Chromosomes mitotiques

• a Caryotype
• b Emballage de la chromatine dans le chromosome
  mitotique

81
a Caryotype
82
Fig 4-52

• Chromosome mitotique typique 2 chromatides
  contenant chacune une molécule d'ADN identique
  générée pendant la phase S du cycle cellulaire

83
Fig 4-53

• Extrémité d'un chromosome mitotique vue en
  microscopie à balayage nombreux domaines en
  boucle après extraction des complexes de
  riboprotéines

84
Fig 4-54

• Microscopie électronique d'un chromosome
  mitotique
• Les boucles émanent d'une charpente centrale
• Boucle ? gène (très grossièrement)

85
Caryotype

• 46 chromosomes
• Marquage longitudinal

86
Caryotype bandes G
87
Caryotype bandes G
88
Caryotype spectral
89
Caryotype un chromosome

• Bras (p ou q)
• Région (eg p1)
• Bande (eg p11)
• Sous-bande (eg p11.2)
• Sous-sous-bande (eg p11.23)

90
Bandes

• S'observent chez toutes les espèces humain,
  drosophile
• Très conservées
• Homme ? chimpanzé, gorille, orang-outan

91
Fig 4-57

• Comparaison du plus grand chromosome humain (le
  1) avec celui du chimpanzé,du gorille et de
  l'orang-outan ?
• Les chromosomes sont organisés en très grands
  domaines importants pour leur fonction

92
Corrélationbande du chromosome métaphasique
?bande du chromosome polythène

• Aucune relation
• Du début de la mitose à la fin les bandes sont
• De moins en moins nombreuses (elles fusionnent)
• De plus en plus épaisses

93
Corrélationbande du chromosome métaphasique
?bande du chromosome polythène

• La bande la plus fine du caryotype contient plus
  d'un million de paires de nucléotides ( un
  génome bactérien)
• Bandes plus ou moins riches en GC (ou AT)
• ? à peu près aux bandes des chromosomes

94
Zones GC riches

• Bandes R
• Forte densité en gène
• Gènes domestiques
• Empaquetage des boucles de chromatine
• Plus de molécules qui participent à l'expression
  des gènes

95
Zones AT riches

• Bandes G

96
b Emballage de la chromatine dans le chromosome
mitotique
97
Fig 4-55

• Emballage de la chromatine

98
c - Condensation des chromosomes en mitose

• Deux conséquences
• Individualisation des chromatides
• Protection des chromosomes
• Nécessité des condensines

99
Condensines(incluent les SMC)

• Utilisent de l'ATP
• Servent à l'enroulement du chromosome
  interphasique
• Gros complexes protéiques qui contiennent les
  protéines SMC (Structural Maintenance of
  Chromosomes)

100
Protéines SMC(sont incluses dans les condensines)

• Composants d'un complexe de condensine beaucoup
  plus gros
• Longues molécules dimériques
• avec une charnière centrale
• Domaine globulaire à chaque extrémité
• ADN SMC ATP ? grandes boucles d'ADN ADP
• Composant important des chromosomes mitotiques
  une molécule tous les 10 000 nucléotides

101
Fig 4-56

• Protéine SMC

102
5 - Organisation des chromosomes dans le noyau
interphasique

• Noyau différent d'un sac à chromosomes
• En interphase semble désordonné
• En mitose très orienté
• Centromère d'un côté
• Télomères de l'autre
• Dans certains noyaux persistance de cette
  disposition en interphase orientation rabl

103
Fig 4-58

• Racine de plante en interphase en fluo
• Centromères en vert
• Télomères en rouge

104
Fig 4-59
Polymère en solution
Embryon de drosophile
105
Embryon de drosophile

• Division cellulaire toutes les 10 minutes
• Les chromosomes n'ont pas le temps de quitter
  l'orientation rabl
• Quand l'interphase est plus longue les
  chromosomes ont le temps de se replier
• Ce repliement est lié à des associations
  spécifiques à l'intérieur de différentes régions
  d'un même chromosome

106
Cellule "commune"

• Les centromères sont dispersés
• Chaque chromosome semble avoir une position
  donnée et son petit territoire tous les
  chromosomes ne sont pas emmêlés les uns dans les
  autres

107
Fig 4-60

• Chromosome painting de deux chromosomes
  interphasiques de lymphocytes humains

Les deux chromosomes 19
Les deux chromosomes 18
108
Croft,A1999p1119(fig1)

• Human chromosomes 18 and 19 interphase
  territories. 2D preparations of nuclei, swollen
  in hypotonic and fixed either with MAA (a-d) or
  with 4 pFa (e), were hybridized with HSA18 and
  19 paints. In the central panels of a-e HSA18 and
  19 paints were biotinylated and detected with
  avidin-FITC (green). In the left-hand panels of a
  and b, paints were labeled either with biotin and
  detected with TR (red) or with digoxigenin and
  detected with FITC (green). All nuclei were
  counterstained with DAPI (blue). (a) Primary
  lymphocytes (b and e) lymphoblastoid cell line
  (c) primary fibroblasts (d) HT1080 fibrosarcoma
  cells. Bars, 2 µm. On the right, histograms show
  the mean proportion of DAPI stain (blue bars),
  and HSA18 (filled bars) and HSA19 (open bars)
  hybridization signals in each of the five
  concentric shells of equal area eroded from the
  periphery (1) to the center (5) of 50 segmented
  nuclei. Error bars show SEM.

109
Croft,A1999p1119(fig2)

• Fig. 2.   Subnuclear localization of HSA18 and
  19 in optical sections through 3D-preserved
  nuclei. Confocal z series (1 µm) of hybridization
  to 4 pFa-fixed 3D human dermal fibroblasts with
  paints for either HSA18 (a and b) or HSA19 (c and
  d), prepared from randomly amplified total DNA
  from each chromosome and detected with FITC
  (green-yellow) and counterstained with PI (red).
  Cells were either untreated (a and c) or treated
  with DRB (b and d). Bars, 10 µm.

110
Croft,A1999p1119(fig3)

• HSA18 and 19 territories through the cell cycle.
• (a) Combined FISH and immunofluorescence in 4
  pFa-fixed 3D fibroblasts with either chromosome
  18 or 19 paints (green) and with antibodies
  against pKi-67 (red) and B-type lamin (blue). The
  cells on the left are in early stages of G1 and
  those on the right in mid G1, S, or G2 based on
  their pattern of pKi-67 staining (Bridger et al.,
  1998 ). Bar, 5 µm.
• (b) FISH for HSA18 or 19 (red) in flattened
  preparations of MAA-fixed lymphoblast nuclei,
  pulsed with BrdU (green), and separated by
  centrifugal elutriation. Blue is DAPI. Bar, 2 µm.
  FACS analyses of PI-stained nuclei from
  elutriated fractions chosen to represent G1,
  early S, late S, and G2 are shown beneath each
  panel. Horizontal bars on the FACS profiles
  indicate the gating for cells in G1 (left) and
  for those in S and G2 (right).

111
Croft,A1999p1119(fig4)

• Dependence of territory sizes on transcription
  and histone deacetylation
• (a) Frequency histograms of the proportion of
  nuclear area occupied by hybridization signals
  (detected with FITC) of HSA18 (filled bars) and
  19 (open bars) in 50 swollen and flattened
  MAA-fixed lymphoblastoid nuclei.
• (b) Histograms of the proportion of summed
  nuclear area occupied by hybridization signals
  (detected with FITC) of HSA18 (filled bars) and
  19 (open bars) through the confocal sections of
  5-10 fibroblast nuclei fixed with 4 pFa.
  Vertical solid and dashed lines show mean
  proportionate areas for HSA18 and
  19, respectively. Cells were either untreated, or
  treated with AMD, DRB, or TSA before harvest.
  DRB-treated cells were also grown for 1 h in the
  absence of DRB (DRB release).

112
Croft,A1999p1119(fig5)

• Fig. 5.   The orientation of chromosomes 18 and
  19 in normal nuclei and those from a t(1819). (a
  and b) Lymphoblast nuclei cohybridized with
  paints specific for 18p and q arms (Guan et al.,
  1996 ). 18p is in red in a and in green in b. 18q
  is in the reciprocal color in each case, as
  indicated. DAPI counterstain is blue. (c and d)
  Lymphoblast nuclei cohybridized with paints
  specific for 19p and q arms (Guan et al., 1996 ).
  19p is in red in c and in green in d. 19q is in
  the reciprocal color in each case, as indicated.
  DAPI counterstain is blue. (e) Flattened primary
  lymphocytes hybridized simultaneously with HSA18
  paint (red) and telomeric clones 52M11 and 75F20
  (green) specific for 18pter and qter,
  respectively. DAPI counterstain is blue. (f)
  3D-preserved nuclei cohybridized with HSA18 paint
  (green) and telomeric clones 52M11 and 75F20
  (red). Red signal in the cytoplasm is from
  endogenous biotin. Telomere signals are apparent
  with only one of the territories, those
  associated with the other territory are in a
  different focal plane. (g) FISH to a metaphase
  spread from an individual with t(18 19)(p11p13)
  with chromosome 18 material shown in green and
  19 in red. The appropriately colored arrows
  indicate the derived chromosomes. (h and i)
  Interphase nuclei from t(1819) cells.
  HSA18-derived material is detected in green in h
  and in red in i. HSA19 is detected in the
  reciprocal color in each panel as indicated. As
  in g, appropriately colored arrows indicate the
  derived chromosomes. A line was drawn from the
  center to the edge of the nucleus passing through
  each derived chromosome. A second line,
  perpendicular to the first, was put through the
  middle of the signal and it was ascertained which
  side of this line the translocated portion was
  found. (j) Histograms of the position of the edge
  of the signal in relation to the edge or the
  center of the nucleus, in 50 t(1819) nuclei, for
  both the normal (open bars) and derived (filled
  bars) chromosomes 18 and 19. There is no
  significant difference in the positions of
  derived and normal chromosomes (P lt 0.059 for
  HSA18 and P lt 0.110 for HSA19).

113
Croft,A1999p1119(fig6)

• Associations of HSA18 and 19 with nuclear
  substructure. Lymphoblastoid nuclei extracted
  with 0.5, 1.0, 1.2, and 1.8 M NaCl, fixed with
  MAA, and hybridized with alternately labeled
  chromosome 18 and 19 paints, the color of which
  is indicated at the right of each panel. DNA was
  stained with DAPI (shown in blue on the right and
  in black and white on the left). Chromosome
  19 material is retained within the residual
  nucleus. HSA18 is released into the DNA halo at
  high salt concentrations. Bar, 2 µm.

114
Schémas hypothétiques d'organisation des
chromosomes dans le noyau

1. Fixation du chromosome à l'enveloppe nucléaire
2. Existence d'un "nucléosquelette"

115
1 - Fixation du chromosome à l'enveloppe nucléaire

• Par leurs télomère par exemple
• Toutefois position non fixe dans le noyau

116
Fig 4-61

• Noyaux d'embryons de drosophile localisations
  de deux régions différentes (jaune et magenta) du
  chromosome 2 proches de l'enveloppe nucléaire (AC
  antilamina en vert)

117
2 - Existence d'un"nucléosquelette" (1de2)

• "Matrice" nucléaire
• "Charpente nucléaire" (ce qui reste après
  extraction)
• Certaines des protéines peuvent se lier à des
  séquences spécifiques de l'ADN appelées SARs
  (Scaffold Associated Regions)ou MARs (Matrix
  Associated Regions)

118
2 - Existence d'un"nucléosquelette" (2de2)

• Formeraient la base des boucles
• Existence in vivo ?
• Organisation des chromosomes ? localisation des
  gènes ? expression des gènes